Biophysics Seminar
2006/2007 | 2007/2008 | 2008/2009 | 2009/2010 | 2010/2011 | 2011/2012 | 2012/2013 | 2013/2014 | 2014/2015 | 2015/2016 | 2016/2017 | 2017/2018 | 2018/2019 | 2019/2020 | 2021/2022 | 2022/2023 | 2023/2024
2024-04-26 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15 
prof. dr hab. Wojciech Dzwolak (Wydział Chemii UW, Centrum Nauk Biologiczno-Chemicznych UW)Inżynieria przemian fazowych amyloidogennych peptydów: przypadek insuliny i pochodnych chimer
Samoorganizacja nieprawidłowo zwiniętych białek i peptydów w tzw. fibryle amyloidowe jest dość powszechnym zjawiskiem mającym swoje liczne biomedyczne manifestacje. Przemiana natywnego białka w amyloidowy agregat jest bardzo złożonym, wieloetapowym procesem. Często w jegoprzebiegu istotną rolę odgrywa zjawisko separacji faz ciecz-ciecz (z ang. liquid-liquid phase separation, LLPS). W swojej prezentacji przedstawię wybrane aspekty kanonicznej amyloidogenezy insuliny oraz biegnącej poprzez LLPS agregacji chimerycznych peptydów z wbudowanymsuperamyloidogennym fragmentem ACC1-13.
2024-04-19 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
dr Maria Górna (Centrum Nauk Biologiczno-Chemicznych Uniwersytetu Warszawskiego)Rozwój celowanej degradacji białek w bakteriach - w kierunku antybiotyków nowej generacji
Cząsteczki z rodzaju PROTAC (Proteolysis Targeting Chimeras), które kierują wybrane białka do degradacji, stały się ostatnio gorącym trendem w odkrywaniu nowych leków i badaniach funkcji ludzkich białek. W przypadku procesów nowotworowych i infekcji wirusowych, zaobserwowano zmniejszone występowanie odporności na leki typu PROTAC, ze względu na ich nieodwracalny i szybki sposób działania. Ta właściwość leków PROTAC mogłaby zaspokoić pilne zapotrzebowanie na nowe antybiotyki przeciwko wielolekoopornym patogennym "superbakteriom". Jednak w obecnej postaci technologia PROTAC nie może być stosowana w bakteriach, ze względu na brak w nich systemu ubikwityna-proteasom, zwykle rekrutowanego do degradacji białek docelowych. Naszym celem jest stworzenie alternatywnej technologii PROTAC działającej uniwersalnie w bakteriach - projektujemy brakujące związki chimeryczne, które rekrutowałyby bezpośrednio bakteryjną proteazę do białka docelowego. Naszym pierwszym wynalazkiem są Clp-Interacting Peptidic Protein Erasers (CLIPPERs), które są chimerycznymi peptydami rekrutującymi proteazę ClpXP w Escherichia coli. CLIPPERy wykazują aktywność przeciwdrobnoustrojową, gdy są skierowane przeciwko niezbędnym białkom i mogą być wykorzystywane jako narzędzia do badania funkcji białek i walidacji celów leków przeciwdrobnoustrojowych. W następnych krokach rozwijamy małocząsteczkowe związki aktywujące i rekrutujące proteazę ClpP. Kompleksy naszych związków z proteazą badamy metodą kriogenicznej mikroskopii elektronowej i analizy pojedynczych cząsteczek. Mamy nadzieję, że w kolejnych etapach uda nam się uzyskać pierwsze przykłady BacPROTAC działające w bakteriach Gram ujemnych.
2024-03-22 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
(IFD UW)Synteza pochodnych adenozyny modyfikowanych pierścieniem hydantoiny i ich wprowadzanie w modelowe fragmenty tRNA
Modyfikowane nukleozydy są ważnymi elementami struktury tRNA, o kluczowym znaczeniu w procesie dekodowania informacji genetycznej i komórkowej biosyntezy białek. Obecnie znanych jest ponad 100 różnych modyfikacji tRNA. Niezwykle ciekawym doniesieniem w obszarze chemii kwasów nukleinowych była identyfikacja nowych interesujących modyfikowanych nukleozydów: cyklicznej N6-treonylokarbamoiloadenozyny (ct6A) oraz cyklicznej 2-metylotio-N6-treonylokarbamoiloadenozyny (ms2ct6A), które występują w pętlach antykodonowych tRNA w pozycji 37. a ich funkcja biologiczna nie jest dotychczas poznana. Obecnie wiadomo, że cykliczne modyfikacje ct6A i ms2ct6A są wynikiem wewnątrzkomórkowej dehydratacji liniowych nukleozydów: t6A i ms2t6A, znanych i badanych od ponad 50 lat, występujących powszechnie w 37. pozycji tRNA wszystkich organizmów. Charakterystyczną cechą struktury ct6A/ms2ct6A jest skręcone ułożenie pierścienia hydantoiny względem reszty adeniny, kontrastująco różne od planarnego ułożenia reszty treoniny w strukturze t6A/ms2t6A. Dotychczas właśnie takie planarne ułożenie uważane było za element decydujący o biologicznej funkcji t6A/ms2t6A. Wszechstronne badania biochemiczne i strukturalne nad poznaniem roli biologicznej ct6A/ms2ct6A niosących motyw hydantoiny jako nowej modyfikacji tRNA wymagają dostępu do syntetycznych nukleozydów ct6A/ms2ct6A oraz modelowych oligonukleotydów (17-mery RNA) o sekwencji ramion antykodonów tRNA zawierających te modyfikacje.
Dr inż. Katarzyna Frankowska jest absolwentką Wydziału Chemicznego Politechniki Łódzkiej. Pracę inżynierską oraz magisterską zrealizowała w Instytucie Chemii Organicznej, w Zespole Komponentów Kwasów Nukleinowych pod kierunkiem prof. Elżbiety Sochackiej. Studia doktoranckie ukończyła w 2023 r. na Wydziale Chemicznym Politechniki Łódzkiej, podczas których kontynuowała badania z zakresu chemii kwasów nukleinowych pod kierunkiem prof. dr hab. inż. Elżbiety Sochackiej.
Dr inż. Katarzyna Frankowska była stypendystą grantu OPUS 13 przyznanego przez Narodowe Centrum Nauki oraz kierownikiem czterech projektów: trzech finansowanych z Funduszu Młodych Naukowców na Wydziale Chemicznym PŁ oraz jednego z Własnego Funduszu Stypendialnego Politechniki Łódzkiej.W latach 2021 – 2023 pracowała jako asystent/adiunkt w grupie pracowników naukowo-dydaktycznych w Instytucie Chemii Organicznej Politechniki Łódzkiej.W 2023 roku rozpoczęła staż podoktorski w Zespole prof. Jacka Jemielitego oraz dr inż. Joanny Kowalskiej, włączając się w realizację projektu pt. „Horyzont doskonałości w zastosowaniach matrycowego RNA w immunoOnkologii [HERO]” finansowanego w ramach Wirtualnego Instytutu Badawczego (WIB) ze środków Funduszu Polskiej Nauki.
Dr inż. Katarzyna Frankowska jest absolwentką Wydziału Chemicznego Politechniki Łódzkiej. Pracę inżynierską oraz magisterską zrealizowała w Instytucie Chemii Organicznej, w Zespole Komponentów Kwasów Nukleinowych pod kierunkiem prof. Elżbiety Sochackiej. Studia doktoranckie ukończyła w 2023 r. na Wydziale Chemicznym Politechniki Łódzkiej, podczas których kontynuowała badania z zakresu chemii kwasów nukleinowych pod kierunkiem prof. dr hab. inż. Elżbiety Sochackiej.
Dr inż. Katarzyna Frankowska była stypendystą grantu OPUS 13 przyznanego przez Narodowe Centrum Nauki oraz kierownikiem czterech projektów: trzech finansowanych z Funduszu Młodych Naukowców na Wydziale Chemicznym PŁ oraz jednego z Własnego Funduszu Stypendialnego Politechniki Łódzkiej.W latach 2021 – 2023 pracowała jako asystent/adiunkt w grupie pracowników naukowo-dydaktycznych w Instytucie Chemii Organicznej Politechniki Łódzkiej.W 2023 roku rozpoczęła staż podoktorski w Zespole prof. Jacka Jemielitego oraz dr inż. Joanny Kowalskiej, włączając się w realizację projektu pt. „Horyzont doskonałości w zastosowaniach matrycowego RNA w immunoOnkologii [HERO]” finansowanego w ramach Wirtualnego Instytutu Badawczego (WIB) ze środków Funduszu Polskiej Nauki.
2024-03-15 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
Emma Verver, PhD (IFD UW)Optical Tweezers and Single Molecules: How to control, manipulate and visualize biomolecular complexes in real-time
Imagine if you could directly see the location and dynamics of individual proteins binding to a single piece of DNA/RNA in real time. What if you could hold a single protein and manipulate its structure to interrogate its conformational landscape? What if you could assemble your biological complex step by step and expose it to different buffer conditions to test your experimental hypotheses?
With the LUMICKS C-Trap, the world’s first dynamic single-molecule microscope combining high-resolution optical tweezers, fluorescence microscopy, and advanced microfluidics in a truly integrated system, you can do all of this! During this seminar, we will illustrate how the dynamic single-molecule approach can shed light on amultitude of biological processes: from the mechanism of action of DNA-binding enzymes to protein folding and conformational changes, from membrane remodelling to cellular mechanics.
These experiments show that technological advances in hybrid single-molecule methods can be turned into an easy-to-use and stable instrument enabling control, visualization and manipulation of single molecules in real time. This gives researchers the power to directly prove molecular mechanisms, in ways not previously possible, allowing you to answer mechanistic questions faster.
Emma Verver is a Senior Field Application Scientist at LUMICKS
With the LUMICKS C-Trap, the world’s first dynamic single-molecule microscope combining high-resolution optical tweezers, fluorescence microscopy, and advanced microfluidics in a truly integrated system, you can do all of this! During this seminar, we will illustrate how the dynamic single-molecule approach can shed light on amultitude of biological processes: from the mechanism of action of DNA-binding enzymes to protein folding and conformational changes, from membrane remodelling to cellular mechanics.
These experiments show that technological advances in hybrid single-molecule methods can be turned into an easy-to-use and stable instrument enabling control, visualization and manipulation of single molecules in real time. This gives researchers the power to directly prove molecular mechanisms, in ways not previously possible, allowing you to answer mechanistic questions faster.
Emma Verver is a Senior Field Application Scientist at LUMICKS
2024-03-08 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
mgr Hải Văn Nguyễn (IFD UW)Novel nucleoside-modified mRNA cap analogues for improving mRNA-based therapeutics
mRNA-based therapy aims to deliver precise genetic information to patient’s cells to prevent or treat specific diseases. Effective therapy depends on a variety of factors such as the encoded protein functions, mRNA translation potency and stability.Optimizing the translational potency and stability of in vitro transcribed (IVT) mRNA is crucial for increasing protein levels. IVT mRNA mimics eukaryotic mRNA, comprising a 5‘ cap, untranslated regions (UTRs), coding region and a 3‘ poly(A) tail. Modification of each structural element of mRNA can change its properties. The 5‘ cap is essential for mRNA stability, translation initiation and immune recognition. Modifications to its structure are investigated to enhance translation efficiency and reduce immunogenicity. This study focuses on synthesizing modified 5‘-cap structures incorporating pseudouridine (Ψ) and its derivatives, along with modifications of guanosine at the N1 and N2 position as a first transcribed nucleotide. Although these modifications show promise in reducingimmunogenicity within the mRNA body, their effect within cap structure remains largely unexplored. By exploring these modifications, this research aims to optimize mRNA-base therapies for enhanced efficacy and reduced immunogenic response.
Short Bio
Hai obtained his bachelor’s degree at the University of Ostrava in Czech Republic where the study course is focused on biochemical and analytical chemistry. During his bachelor study, he got interested in drug design thus he applied for master study in medicinal chemistry at Charles University in Prague, where he worked on the project synthesis of modified nucleosides in the group of Prof. Michal Hocek at the Institute of Organic chemistry and Biochemistry of CAS. After graduation he worked in the Service Technology Laboratory in the Institute of Biotechnology of CAS. Afterwards he decided to pursue his studies with a PhD, so he applied to the Jemielity group in Warsaw under supervision of dr Joanna Kowalska.
Short Bio
Hai obtained his bachelor’s degree at the University of Ostrava in Czech Republic where the study course is focused on biochemical and analytical chemistry. During his bachelor study, he got interested in drug design thus he applied for master study in medicinal chemistry at Charles University in Prague, where he worked on the project synthesis of modified nucleosides in the group of Prof. Michal Hocek at the Institute of Organic chemistry and Biochemistry of CAS. After graduation he worked in the Service Technology Laboratory in the Institute of Biotechnology of CAS. Afterwards he decided to pursue his studies with a PhD, so he applied to the Jemielity group in Warsaw under supervision of dr Joanna Kowalska.
2024-01-26 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
Dr Karina Kwapiszewska (Instytut Chemii Fizycznej PAN)Jak zmierzyć wielkość rybosomów?
Podczas wykładu omówione zostaną korzyści płynące z analizy pojedynczych cząsteczek w modelach biologicznych. Skupimy się na wyzwaniach i niespodziankach związanych z wykorzystaniem spektroskopii korelacji fluorescencji (FCS) do badania znanych systemów i zjawisk. Rybosomy są liczną i dobrze zbadaną maszynerią wewnątrzkomórkową, ale jak dotąd nie można ich było badać bezpośrednio w żywych komórkach. Zademonstrujemy, jak zmierzyć rozmiar dużych podjednostek rybosomalnych in situ, odkryć, gdzie ukrywa się mała podjednostka i zrozumieć informacje zawarte w dyfuzji rotacyjnej obserwowanych obiektów.
Bio:
Karina Kwapiszewska jest naukowcem pasjonującym się przełamywaniem barier interdyscyplinarnych. Jej głównym zainteresowaniem jest zrozumienie biologii komórki i biofizyki w celu wykorzystania ich w bioanalizie, inżynierii tkankowej i farmakologii. W swoich badaniachłączy biologię z nowoczesnymi rozwiązaniami, takimi jak mikrofluidyka i zaawansowana mikroskopia. Urodzona w 1985 r., w 2014 r. uzyskała stopień doktora nauk biologicznych w zakresie biotechnologii na Wydziale Chemicznym Politechniki Warszawskiej za pracę dotyczącą mikroprzepływów w inżynierii komórkowej. Podczas stażu podoktorskiego w Instytucie ChemiiFizycznej PAN badała strukturę cytoplazmy komórek ludzkich przy użyciu zaawansowanych metod mikroskopowych. Obecnie rozwija narzędzia do biologii ilościowej na poziomie pojedynczej cząsteczki i pojedynczej komórki. Niedawno zaczęła wprowadzać na rynek swoje najnowsze odkrycie - Cell-IN, odczynnik do wewnątrzkomórkowego dostarczania makrocząsteczek.
Bio:
Karina Kwapiszewska jest naukowcem pasjonującym się przełamywaniem barier interdyscyplinarnych. Jej głównym zainteresowaniem jest zrozumienie biologii komórki i biofizyki w celu wykorzystania ich w bioanalizie, inżynierii tkankowej i farmakologii. W swoich badaniachłączy biologię z nowoczesnymi rozwiązaniami, takimi jak mikrofluidyka i zaawansowana mikroskopia. Urodzona w 1985 r., w 2014 r. uzyskała stopień doktora nauk biologicznych w zakresie biotechnologii na Wydziale Chemicznym Politechniki Warszawskiej za pracę dotyczącą mikroprzepływów w inżynierii komórkowej. Podczas stażu podoktorskiego w Instytucie ChemiiFizycznej PAN badała strukturę cytoplazmy komórek ludzkich przy użyciu zaawansowanych metod mikroskopowych. Obecnie rozwija narzędzia do biologii ilościowej na poziomie pojedynczej cząsteczki i pojedynczej komórki. Niedawno zaczęła wprowadzać na rynek swoje najnowsze odkrycie - Cell-IN, odczynnik do wewnątrzkomórkowego dostarczania makrocząsteczek.
2024-01-12 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
Dr Monika Zubik-Duda (Katedra Biofizyki, Instytut Fizyki UMCS)Mikroskopia molekularna w badaniach fotosyntetycznych mechanizmów regulacyjnych
Życie na Ziemi nie istniałoby w obecnej formie bez dwóch głównych elementów: Słońca i fotosyntezy. Słońce jest źródłem energii, która w złożonym w procesie zamieniana jest na energię wiązań chemicznych, a niejako produktem ubocznym tej przemiany jest życiodajny dla nas tlen. Głównymi elementami zbierającymi światło w fotosystemie są białkowo-barwnikowe kompleksy antenowe (LHC, ang. Light Harvesting Complex). U roślin zielonych białko antenowe fotosystemu II (LHCII) występuje w chloroplastach najliczniej i wiąże ponad połowę puli chlorofilu. Architektura tego kompleksu umożliwia wydajny wychwyt kwantów światła, a następnie bezpromienisty transfer tej energii do centrów reakcji fotosystemu. W warunkach stresu świetlnego w obrębie LHCII funkcjonują również procesy regulacyjne, chroniące fotoukładu przed powstawaniem silnie reaktywnego tlenu singletowego i fotodegradacji.
Wiemy, że rośliny mogą regulować ilość energii docierającej do fotoukładu na wiele sposobów, np. zmieniać ułożenie blaszki liściowej względem kierunku padania promieni słonecznych, reorganizować rozkład chloroplastów w komórkach, lub w wyniku procesów zachodzących na poziomie molekularnym. Dla biofizyka - spektroskopisty najbardziej atrakcyjne pod względem wyzwań badawczych są te ostatnie. W wystąpieniu przedstawione zostaną wyniki badań prowadzone w Katedrze Biofizyki IF UMCS na izolowanych antenach fotosyntetycznych LHCII (ang. Light Harvesting Complex of Photosystem II) oraz na roślinach modelelowych (Arabidopsis thaliana) z zastosowaniem technik spektroskopii i mikroskopii molekularnej, które uzupełniły wiedzę na temat mechanizmów fotoprotekcyjnych u roślin.
Notka biograficzna (dr Monika Zubik-Duda):
Absolwentka Wydziału Matematyki, Fizyki i Informatyki UMCS w Lublinie, kierunek Fizyka (2008 r.). W tej samej jednostce uzyskała stopień doktora nauk fizycznych (2011 r.).
Staż podoktorski realizowała w latach 2011-2015 w ramach projektu FNP - TEAM „MSBMS” w laboratorium profesora W.I. Gruszeckiego oraz w latach 2015-2018 w ramach projektów NCBiR – BIOSTRATEG w Instytucie Agrofizyki PAN.
Od października 2018 roku pracuje w Katedrze Biofizyki Instytutu Fizyki UMCS.
Działalność naukowa M. Z-D skupia się na badaniach fotostyntezy oraz barwników karotenoidowych plamki żółtej oka z zastosowaniem spektroskopii i mikroskopii molekularnej.
Wiemy, że rośliny mogą regulować ilość energii docierającej do fotoukładu na wiele sposobów, np. zmieniać ułożenie blaszki liściowej względem kierunku padania promieni słonecznych, reorganizować rozkład chloroplastów w komórkach, lub w wyniku procesów zachodzących na poziomie molekularnym. Dla biofizyka - spektroskopisty najbardziej atrakcyjne pod względem wyzwań badawczych są te ostatnie. W wystąpieniu przedstawione zostaną wyniki badań prowadzone w Katedrze Biofizyki IF UMCS na izolowanych antenach fotosyntetycznych LHCII (ang. Light Harvesting Complex of Photosystem II) oraz na roślinach modelelowych (Arabidopsis thaliana) z zastosowaniem technik spektroskopii i mikroskopii molekularnej, które uzupełniły wiedzę na temat mechanizmów fotoprotekcyjnych u roślin.
Notka biograficzna (dr Monika Zubik-Duda):
Absolwentka Wydziału Matematyki, Fizyki i Informatyki UMCS w Lublinie, kierunek Fizyka (2008 r.). W tej samej jednostce uzyskała stopień doktora nauk fizycznych (2011 r.).
Staż podoktorski realizowała w latach 2011-2015 w ramach projektu FNP - TEAM „MSBMS” w laboratorium profesora W.I. Gruszeckiego oraz w latach 2015-2018 w ramach projektów NCBiR – BIOSTRATEG w Instytucie Agrofizyki PAN.
Od października 2018 roku pracuje w Katedrze Biofizyki Instytutu Fizyki UMCS.
Działalność naukowa M. Z-D skupia się na badaniach fotostyntezy oraz barwników karotenoidowych plamki żółtej oka z zastosowaniem spektroskopii i mikroskopii molekularnej.
2023-12-08 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
dr Anna Zawadzka (Wydział Chemii UW)Ligandy wielofunkcyjne - potencjalni kandydaci na lek w terapii choroby Alzheimera
Koncepcja związków o wielokierunkowym działaniu (ligandów wielofunkcyjnych) cieszy się ogromnym zainteresowaniem w projektowaniu nowych skutecznych leków w terapii chorób o złożonym patomechanizmie, do których należy m.in. się choroba Alzheimera. Leczenie w chorobie Alzheimera koncentruje się przede wszystkim na łagodzeniu jej objawów idotyczy wpływu na układy neuroprzekaźnikowe, zwłaszcza układ cholinergiczny. W trakcie wykładu przedstawione zostaną różne strategie terapeutyczne oraz koncepcje, m.in. związków hybrydowych czy związków o wielocelowym działaniu. W grupie takich związków znajdują się otrzymane w Pracowni Chemii Związków Naturalnych UW nowe inhibitory cholinoesteraz, wśród nich pochodne takryny oraz heterodimery zawierające układ melatoniny, takryny i rywastygminy. Związki te zaliczyć można do związków o wielokierunkowym działaniu - dla wybranych pochodnych potwierdzona została ich aktywność antyoksydacyjna oraz zdolność hamowania agregacji β-amyloidu.
dr Anna Zawadzka stopień doktora uzyskała w roku 2003 na Wydziale Chemii Uniwersytetu Warszawskiego. W latach 2006–2007 odbyła roczny staż podoktorski w College of Pharmacy University of Illinois w Chicago. Od grudnia 2007 do lutego 2009 była zatrudniona w Zakładzie Chemii Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego. Obecnie pracuje w Pracowni Chemii Związków Naturalnych Wydziału Chemii UW na stanowisku adiunkta w grupie pracowników dydaktycznych. Jest współautorką 25 publikacji oraz 2 krajowych i 2 międzynarodowych patentów. Zainteresowania naukowe obejmują syntezę i badanie aktywności biologicznej potencjalnych inhibitorów cholinoesteraz, w tym tzw. związków hybrydowych, stereoselektywną syntezę związków naturalnych oraz transformacje układu melatoniny, w tym jej metabolitów. W 2023 została zwyciężczynią plebiscytu #wszechmoce organizowanego przez Wirtualną Polskę w kategorii "wszechmocne w nauce".
dr Anna Zawadzka stopień doktora uzyskała w roku 2003 na Wydziale Chemii Uniwersytetu Warszawskiego. W latach 2006–2007 odbyła roczny staż podoktorski w College of Pharmacy University of Illinois w Chicago. Od grudnia 2007 do lutego 2009 była zatrudniona w Zakładzie Chemii Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego. Obecnie pracuje w Pracowni Chemii Związków Naturalnych Wydziału Chemii UW na stanowisku adiunkta w grupie pracowników dydaktycznych. Jest współautorką 25 publikacji oraz 2 krajowych i 2 międzynarodowych patentów. Zainteresowania naukowe obejmują syntezę i badanie aktywności biologicznej potencjalnych inhibitorów cholinoesteraz, w tym tzw. związków hybrydowych, stereoselektywną syntezę związków naturalnych oraz transformacje układu melatoniny, w tym jej metabolitów. W 2023 została zwyciężczynią plebiscytu #wszechmoce organizowanego przez Wirtualną Polskę w kategorii "wszechmocne w nauce".
2023-12-01 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
mgr inż. Kamil Ziemkiewicz (IFD UW)Synteza i właściwości biologiczne chemicznie modyfikowanych trinukleotydowych analogów końca 5’ RNA
Ostatnie lata charakteryzują się ogromnym zainteresowaniem innowacyjnymi terapeutykami z obszaru chemii i biologii. W tym kontekście, terapie oparte na mRNA, czyli kwasie rybonukleinowym pełniącym funkcję informacyjną w komórkach, wydają się być szczególnie obiecujące. mRNA o dowolnie wybranej sekwencji może być stosunkowo łatwo syntetyzowane w warunkach laboratoryjnych. Niemniej jednak, ze względu na swoje naturalne cechy, takie jak niestabilność i immunogenność, terapeutyczne mRNA musi być starannie zaprojektowane, aby spełniać rygorystyczne wymagania stawiane terapeutynom. Obecnie, eksperymentalne zastosowanie mRNA obejmuje różnorodne obszary chorób, począwszy od nowotworów, a skończywszy na chorobach genetycznych, wirusowych i układu krwionośnego. Bez względu na zastosowanie, kluczową rolę odgrywa wiedza na temat właściwości i metabolizmu mRNA w komórkach. Jednym z istotnych aspektów metabolizmu mRNA jest proces metylacji co najmniej trzech nukleotydów na końcu 5' mRNA (kap). Te modyfikacje wpływają na różne etapy ekspresji genetycznej, a także pełnią rolę w odróżnianiu mRNA człowieka od RNA patogenów. Podczas prezentacji opowiem o syntezie modyfikowanych analogów kapu, oraz wpływie poszczególnych tych modyfikacji na właściwości biologiczne mRNA, zwłaszcza te kluczowe z punktu widzenia terapeutycznych zastosowań, takie jak stabilność, efektywność translacji w różnych liniach komórkach czy zdolność do aktywacji układu immunologicznego.
2023-11-24 (Friday)
room B2.38, Pasteura 5 at 14:15
mgr Tomasz Śpiewla (IFD UW)Określenie powinowactwa zróżnicowanych kapowanych cząsteczek RNA do białka IFIT1 z wykorzystaniem metody termoforezy mikroskalowej (MST)
System odpornościowy człowieka składa się z wielu mechanizmów, które są wykorzystywane w celu zwalczania infekcji wirusowych. Po wykryciu obcych antygenów uwalniana jest znaczne ilości cytokin, w tym interferonów. Interferon z kolei indukuje ekspresję specyficznych białek odpornościowych, w tym rodziny IFIT. Białka IFIT (Interferon-induced proteins with tetratricopeptide repeats) lokalizują się w cytoplazmie i odpowiadają za przechwytywanie oraz blokowanie egzogennych cząsteczek RNA. Przeprowadzone wcześniej badania wskazują, że IFIT1 ma największe powinowactwo do RNA o strukturze cap 0 (tj. bez metylacji 2'-O) na końcach 5', co jest cechą charakterystyczną wirusowego RNA. Metylacja ludzkiej struktury cap1 znacząco zmniejsza powinowactwo do białka IFIT1, chroniąc endogenne RNA przed inaktywacją i zahamowaniem naturalnych procesów metabolicznych takiego RNA.W trakcie naszych badań opracowaliśmy metodę opartą na termoforezie mikroskalowej (MST) do oceny powinowactwa IFIT1 do cząsteczek RNA z różnymi analogami capu 5’ końca RNA. W tym celu przeprowadziliśmy ekspresję białka IFIT1 w prokariotycznym systemie ekspresji opartym na E. coli i oczyszczaliśmy je za pomocą chromatografii powinowactwa, chromatografii jonowej i filtracji żelowej. MST została wykorzystana do zbadania powinowactwa białka z ligandami (analogami capu5’ RNA i capowanych RNA) poprzez określenie stałych dysocjacji (KD) między każdym ligandem a IFIT1. Uzyskane wyniki otwarły nowe perspektywy na poznanie wpływu różnych modyfikacji 5’ końca RNA na odpowiedź immunologiczną człowieka, co jest niezmiernie istotne w kontekście terapeutycznego wykorzystania cząsteczek mRNA.